Formação de biofilme, multirresistência e infecções clínicas de Staphylococcus haemolyticus: Uma breve revisão
DOI:
https://doi.org/10.33448/rsd-v11i11.33605Palavras-chave:
Staphylococcus haemolyticus; Multirresistência; Biofilme; Patogenicidade; Infecções relacionadas a dispositivos médicos.Resumo
Estafilococos coagulase-negativos (ECN) têm sido associados a uma série de problemas de saúde humana, como infecção relacionada a dispositivos médicos, infecção localizada da pele ou infecção direta, fazem parte da microbiota humana normal e estão associados a doenças graves e intensivas, causam infecções em humanos, especialmente em pacientes imunocomprometidos e neonatos. Os S.haemolyticus é, depois do Staphylococcus epidermidis, o segundo ECN mais frequentemente isolado de casos clínicos, principalmente em infecções da corrente sanguínea, incluindo sepse. O seu mais importante fator de virulência é a capacidade de adquirir multirresistência contra agentes antimicrobianos disponíveis, até mesmo glicopeptídeos. É difundido em hospitais e entre a equipe médica, resultando em ser um micróbio emergente causador de infecções nosocomiais. Esta revisão discute aspectos associados a infecções da corrente sanguínea por S. haemolyticus, fatores de virulência e a capacidade de formação de biofilme em superfícies de dispositivos médicos. Pela grande adaptabilidade e capacidade de sobrevivência no ambiente hospitalar, principalmente em dispositivos médicos, S. haemolyticus torna-se um fator crucial nas infecções hospitalares causadas por cepas multirresistentes.
Referências
Ahmed, A., et al. (2019). Catheter related recurrent bloodstream infection caused by linezolid-resistant, methicillin resistant Staphylococcus haemolyticus; an emerging super bug. J Pak Med Assoc; 69(2):261–263.
Al-TamimiM., Abu-RaidehJ., Himsawi N., Khasawneh A., Hawamdeh H. (2020). Methicillin and vancomycin resistance in coagulase-negative Staphylococci isolated from the nostrils of hospitalized patients. J Infect Dev Ctries; 14:28-35.
Argemi, X., et al. (2019). Coagulase-Negative Staphylococci Pathogenomics. Int J Mol Sci; 20(5):1215.
Aronson, J.K., Heneghan, C., Ferner, R.E. (2020). Medical Devices: Definition, Classification, and Regulatory Implications. Drug Saf; 43(2):83-93.
Asaad, A.M., Ansar, Q.M., Mujeeb, H.S. (2016). Clinical significance of coagulase-negative staphylococci isolates from nosocomial bloodstream infections. Infect Dis (Lond);48(5):356-60.
Asante J., et al. (2020). Review of Clinically and Epidemiologically Relevant Coagulase-Negative Staphylococci in Africa. Microbial Drug Resistance; 26(8):951-970.
Barros EM., Ceotto H., Bastos MC., Santos KR., Giambiagi-Demarval M. (2012). Staphylococcus haemolyticus as an important hospital pathogen and carrier of methicillin resistance genes. J. Clin. Microbiol; 50, 166–168.
Bakthavatchalam, Y.D., et al. (2017). Methicillin-Susceptible Teicoplanin-Resistant Staphylococcus haemolyticus Isolate from a Bloodstream Infection with Novel Mutations in the tcaRAB Teicoplanin Resistance Operon. Jpn J Infect Dis; 24;70(4):458-460.
Bakthavatchalam, Y.D., et al. (2021). Vancomycin heteroresistance in Staphylococcus haemolyticus: elusive phenotype. Future Sci OA; 9;7(7): FSO710.
Becker, K., Heilmann, C., Peters, G. (2014). Coagulase-negative staphylococci. Clin Microbiol Rev; 27(4):870-926.
Bouchami, O., Achour, W., Hassen, A.B. (2011). Species distribution and antibiotic sensitivity pattern of coagulase-negative Staphylococci other than Staphylococcus epidermidis isolated from various clinical specimens. Afr. J. Microbiol; 5:1298–1305.
Cavanagh, J.P., et al. (2014). Whole-genome sequencing reveals clonal expansion of multiresistant Staphylococcus haemolyticus in European hospitals. J Antimicrob Chemother; 69(11):2920–7.
Chandra, J., Kuhn, DM., Mukherjee, PK., Hoyer, LL., McCormick, T., Ghannoum, MA. (2001). Biofilm formation by the fungal pathogen Candida albicans: development, architecture, and drug resistance. J Bacteriol. 183(18):5385-94.
Costerton, J., Montanaro, L., Arciola, C. (2005). Biofilm in implant infections: its production and regulation. Int J Artif Organs; 28:1062–1068.
Czekaj, T., Ciszewski, M., Szewczyk, E.M. (2015). Staphylococcus haemolyticus – an emerging threat in the twilight of the antibiotics age. Microbiology; 161(11):2061–2068.
Eltwisy, H.O., et al. (2020). Pathogenesis of Staphylococcus haemolyticus on primary human skin fibroblast cells. Virulence; 11(1):1142-1157.
Feßler, A.T., et al. (2017). Complete sequence of a plasmid from a bovine methicillin-resistant Staphylococcus aureus harbouring a novel ica-like gene cluster in addition to antimicrobial and heavy metal resistance genes. Vet Microbiol; 200: 95-100.
Gupta, V., et al. (2020). Linezolid Resistance in Staphylococcus haemolyticus - Case Series and Review of Literature. Infect Disord Drug Targets; 20(5):713-717.
Heilmann, C., Ziebuhr, W., Becker, K. (2019). Are coagulase-negative staphylococci virulent? Clin Microbiol Infect; 25(9):1071-80.
Hessam, S., et al. (2016). Microbial Profile and Antimicrobial Susceptibility of Bacteria Found in Inflammatory Hidradenitis Suppurativa Lesions. Skin Pharmacol Physiol; 29(3):161-7.
Horasan, E.S., et al. (2011). Bloodstream infections and mortality-related factors in febrile neutropenic cancer patients. Med Sci Monit; 17:CR304-9.
Kim, H.J., Jang, S. (2017). Draft genome sequence of multidrug-resistant Staphylococcus haemolyticus IPK_TSA25 harbouring a Staphylococcus aureus plasmid, pS0385-1. J Glob Antimicrob Resist; 11:8-9.
Lamers, R.P., et al. (2012). Phylogenetic relationships among Staphylococcus species and refinement of cluster groups based on multilocus data. BMC Evol. Biol; 12:171.
Lee, E.Y., et al. (2017). What is hidradenitis suppurativa? Can Fam Physician; 63(2):114-120.
Manoharan A., Das T., Whiteley GS., Glasbey T., Kriel FH., Manos J. (2020). The effect of N-acetylcysteine in a combined antibiofilm treatment against antibiotic-resistant Staphylococcus aureus. J Antimicrob Chemother; 1;75(7):1787-1798.
Mores, C.R., et al. (2021). Investigation of Plasmids Among Clinical Staphylococcus aureus and Staphylococcus haemolyticus Isolates from Egypt. Front Microbiol; 12:659116.
Natsis, N.E., Cohen, P.R. (2018). Coagulase-Negative Staphylococcus Skin and Soft Tissue Infections. Am J Clin Dermatol; 19(5):671-677.
O’Neill, J. (2016). Tackling drug-resistant infections globally: final report and recommendations. Londres. https://amrreview.org/sites/default/files/160525_Final%20paper_with%20cover.pdf. Accessed 10 Feb 2021.
Pain, M., et al. (2019). Comparative Genomic Analysis of Staphylococcus haemolyticus Reveals Key to Hospital Adaptation and Pathogenicity. Front Microbiol; 10; 10:2096.
Pais-Correia, AM., Sachse, M., Guadagnini, S. et al. (2010). Biofilm-like extracellular viral assemblies mediate HTLV-1 cell-to-cell transmission at virological synapses. Nat Med ;16: 83–89.
Pereira, P.M., et al. (2014). Staphylococcus haemolyticus disseminated among neonates with bacteremia in a neonatal intensive care unit in Rio de Janeiro, Brazil. Diagn Microbiol Infect Dis; 78(1):85-92.
Pereira-Ribeiro, P.M., et al. (2019). Influence of antibiotics on biofilm formation by different clones of nosocomial Staphylococcus haemolyticus. Future Microbiol; 14:789-799.
Pereira-Ribeiro, P.M., et al. (2022). Biofilm-producing ability of Staphylococcus spp. multridrug-resistance isolated from hospitalized patients with osteomyelitis. IJSRM Human; 20(4):147-161.
Rodríguez-Aranda, A., et al. (2009). Nosocomial spread of linezolid-resistant Staphylococcus haemolyticus infections in an intensive care unit. Diagn Microbiol Infect Dis; 63(4):398-402.
Rogers, K.L., Fey, P.D., Rupp, M.E. (2009). Coagulase-negative staphylococcal infections. Infect Dis Clin North Am; 23(1):73-98.
Savage, V.J., Chopra, I., O’Neill, A.J. (2013). Staphylococcus aureus biofilms promote horizontal transfer of antibiotic resistance. Antimicrob Agents Chemother; 57:1968–1970.
Schilcher, K., Horswill, A. R. (2020). Staphylococcal biofilm development: structure, regulation and treatment strategies. Microbiol Mol Biol Rev; 12;84(3): e00026-19.
Silva, P.V., et al. (2013). The antimicrobial susceptibility, biofilm formation and genotypic profiles of Staphylococcus haemolyticus from bloodstream infections. Mem Inst Oswaldo Cruz; 108 (6):812–813.
Silva-Santana, G., et al. (2021). Staphylococcus aureus biofilms: an opportunistic pathogen with multidrug resistance. R Med Microbiol; 32(1):12-21.
Sued, B.P.R., et al. (2017). Sphygmomanometers and thermometers as potential fomites of Staphylococcus haemolyticus: biofilm formation in the presence of antibiotics. Mem Inst Oswaldo Cruz; 112(3):188-195.
Sued-Karam, B.R., Pereira-Ribeiro, P.M.A. (2022). Staphylococcus warneri: brief literature review. Braz J Health Review; 5(2):4423-4429.
Szabo, J. (2009). hVISA/VISA: diagnostic and therapeutic problems. Expert Rev Anti Infect Ther; 7(1), 1–3.
Takeuchi, F., et al. (2005). Whole-genome sequencing of Staphylococcus haemolyticus uncovers the extreme plasticity of its genome and the evolution of human-colonizing staphylococcal species. J Bacteriol; 187(21):7292-308.
Tuchscherr, L., et al. (2010). Staphylococcus aureus small-colony variants are adapted phenotypes for intracellular persistence. J Infect Dis; 202:1031e40.
Vanderhaeghen, W., et al. (2014). Invited review: effect, persistence, and virulence of coagulase-negative Staphylococcus species associated with ruminant udder health. J Dairy Sci; 97:5275–5293.
Veach, L.A., et al. (1990). Vancomycin resistance in Staphylococcus haemolyticus causing colonization and bloodstream infection. J Clin Microbiol; 28(9):2064-8.
Yong, Y.Y., Dykes, G.A., Choo, W.S. (2019). Biofilm formation by staphylococci in health-related environments and recent reports on their control using natural compounds. Crit Rev Microbiol; 45(2):201-222.
Wolden, R., Pain, M., Karlsson, R. et al. Identification of surface proteins in a clinical Staphylococcus haemolyticus isolate by bacterial surface shaving. (2020). BMC Microbiol; 20:80.
Downloads
Publicado
Como Citar
Edição
Seção
Licença
Copyright (c) 2022 Paula Marcele Afonso Pereira-Ribeiro; Guilherme Goulart Cabral-Oliveira; Julianna Giordano Botelho Olivella; Isabelle Christine de Moraes Motta; Felipe Caldas Ribeiro; Barbara Araújo Nogueira; Louisy Sanches dos Santos; Bruna Ribeiro Sued-Karam; Ana Luíza Mattos-Guaraldi
Este trabalho está licenciado sob uma licença Creative Commons Attribution 4.0 International License.
Autores que publicam nesta revista concordam com os seguintes termos:
1) Autores mantém os direitos autorais e concedem à revista o direito de primeira publicação, com o trabalho simultaneamente licenciado sob a Licença Creative Commons Attribution que permite o compartilhamento do trabalho com reconhecimento da autoria e publicação inicial nesta revista.
2) Autores têm autorização para assumir contratos adicionais separadamente, para distribuição não-exclusiva da versão do trabalho publicada nesta revista (ex.: publicar em repositório institucional ou como capítulo de livro), com reconhecimento de autoria e publicação inicial nesta revista.
3) Autores têm permissão e são estimulados a publicar e distribuir seu trabalho online (ex.: em repositórios institucionais ou na sua página pessoal) a qualquer ponto antes ou durante o processo editorial, já que isso pode gerar alterações produtivas, bem como aumentar o impacto e a citação do trabalho publicado.
